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PRÁCTICAS DE GENÉTICA GENERAL

CURSO 2007-2008

PROGRAMA

PROGRAMA.

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PROGRAMA

PRÁCTICAS DE GENÉTICA 3 CRÉDITOS CURSO 2007-2008

De las 30 horas lectivas, 10 se utilizarán en 5 sesiones de Laboratorio de dos horas de duración, realizando las siguientes prácticas:

1- MANEJO Y ESTUDIO DE Drosophila. 2- HERENCIA MENDELIANA EN Drosophila melanogaster. 3- ESTUDIO DEL FENÓMENO DE ALELISMO EN Drosophila melanogaster.

Las 20 horas restantes se utilizarán en la explicación y resolución de problemas en Aula.

OBJETIVOS: Conseguir los conocimientos prácticos mínimos (planificación, elaboración y análisis de los resultados de las prácticas de laboratorio y resolución de problemas) relativos a los siguientes puntos: función y transmisión del material hereditario; recombinación y análisis genético.

BIBLIOGRAFÍA **1. Departament de Genètica. Genètica General: Temario, Cuaderno de Prácticas. Libro de Problemas. Edición 2003. 2. Benito, C.J. (1997). 360 Problemas de Genética. Resueltos paso a paso. Ed. Síntesis. 3. Falconer, D.S. (1985). Problemas de Genética Cuantitativa. Ed. C.E.C.S.A. 4. Lacadena, J.R. y col. (1988). Problemas de Genética para un curso general. Ed. Alhambra. **5. Ménsua, José L. (2003). Genética. Problemas y ejercicios resueltos. Ed. Pearson Prentice may. 6. Ochando, M.D. (1990) Genética Poblacional, Evolutiva y Cuantitativa. EUDEMA. 7. Rubio, J. y col. (1982). Problemas de Genética. Ed. Akal.Stansfield, W.D. (1992). Genética. 3ª Edición. Ed. McGraw-Hill.

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PROGRAMA

SISTEMA DE EVALUACIÓN La calificación de la asignatura será la media ponderada de las notas de teoría (70%), problemas (20%) y laboratorio (10%). Para superar la asignatura será necesario obtener una nota global de la asignatura superior a 5 sobre 10. Para compensar los diferentes apartados (teoría, problemas y laboratorio) tienen que obtenerse notas iguales o superiores a 3,5/10. Las notas de teoría y de problemas se obtendrán mediante pruebas escritas a realizar a final de curso, en Junio. También se realizará un examen parcial de teoría y otro de problemas a mitad de curso. Aquellos estudiantes que obtengan, en estos exámenes parciales, notas iguales o superiores a 5 eliminarán esta materia para el examen final de Junio. Aquellos estudiantes que no eliminen materia en el examen parcial deberán presentarse a una prueba de evaluación global de los conocimientos de teoría y a otra de los conocimientos de problemas. Cada profesor de teoría podrá hacer a lo largo del curso, y bajo su criterio, las pruebas complementarias que considere oportunas. La nota de problemas se obtendrá mediante la realización de dos pruebas escritas adicionales que se realizarán en dos sesiones de problemas, y que consistirán el la resolución de un problema seleccionado entre una lista y previamente trabajado por el alumno. Los alumnos que así lo deseen podrán realizar estos ejercicios y obtener una bonificación de hasta 1, acumulable a la nota obtenida en los exámenes (aplicable tanto a la nota de Junio como de Septiembre). Para la nota de laboratorio se valorará la asistencia y el trabajo realizado durante las prácticas (40%) así como el análisis y discusión de los resultados (60%). La asistencia a las sesiones de laboratorio es requisito imprescindible para aprobar la asignatura. Los alumnos que tienen suspendidas las prácticas de laboratorio deben repetirlas y eso incluye : asistencia y entrega de una memoria para valorar su trabajo en el laboratorio. Para cerciorarse de si las tienen aprobadas, es conveniente que los estudiantes comprueben su nota en la lista que aparece en el tablón de anuncios del Departamento de Genética. En esa lista se indica hasta que curso se guarda esta nota. Como ya se ha dicho, la valoración de las prácticas se realizará en base a dos apartados: - Asistencia y trabajo de laboratorio: 40% - Memoria o análisis y discusión de los resultados: 60% La memoria de los resultados tendrá como máximo 6 folios y en ellos se describirán los resultados de las prácticas 2 y 3. - Práctica 2: Se incluirán los cruces realizados en la práctica 2 (Herencia mendeliana), los resultados obtenidos tanto en la F1 como en la F2, las hipótesis planteadas para explicar el tipo de herencia y la comprobación estadística de los resultados.

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PROGRAMA

Práctica 3: se incluirán los cruces realizados en la práctica 3 (Alelismo), los resultados obtenidos en la descendencia y la interpretación de estos resultados. Tanto en la práctica 2 como en la 3 deberá escribirse una corta discusión y conclusión al final del análisis de los resultados de cada práctica. Otras consideraciones: A los alumnos que no superen la asignatura en la primera convocatoria del curso se les guardará la nota para la segunda convocatoria en Septiembre, bien de teoría, de problemas y/o de laboratorio, siempre que las hayan aprobado (5/10). La nota del primer parcial no se guarda para la convocatoria de Septiembre. Las notas de laboratorio iguales o superiores a 5 (sobre 10) obtenidas durante un curso académico serán guardadas para las convocatorias de los tres cursos académicos siguientes. Aquellos estudiantes que no se presenten a alguna de las partes del examen final de Junio y no aprueben la asignatura, figurarán en actas como NO PRESENTADO.

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PROGRAMA

CALENDARIO DE PROBLEMAS Y PRÁCTICAS DE GENÉTICA. GRUPOS A, B, D Y E. CURSO 2007-08.

LUNES MARTES MIÉRCOLES JUEVES

Grupo EP1 8:30-10:30 Grupos EL1 EL2 Grupo DP2 10:30-12:30 Grupos DL2

Grupo DP1

Grupos DL1 DL3 Grupo EP2

Grupos EL3

Grupo BP1 15:30-17:30 Grupos BL1 BL3 17:30-19:30

Grupo AP1

Bolonia CP2 CP3

Grupo BP2

Grupos AL1 AL5 Bolonia CP1 Grupo AP3

Grupos BL2 BL4 Grupo AP2

Grupos AL4

Grupos AL2 AL3 17 octubre 5 diciembre 12 diciembre 19 diciembre 9 enero 16 enero 18 octubre 13 diciembre 20 diciembre 10 enero 17 enero 24 enero

Problemas: Sesión 1 Sesión 2 Sesión 3 Sesión 4 Sesión 5 Sesión 6 15 octubre 3 diciembre 10 diciembre 17 diciembre 7 enero 14 enero

16 octubre 4 diciembre 11 diciembre 18 diciembre 8 enero 15 enero

4 sesiones más en el 2º cuatrimestre (semanas del 18-02-08 al 10-03-08)

Prácticas: Sesión 1 Sesión 2 Sesión 3 Sesión 4 Sesión 5

22 octubre 5 noviembre 12 noviembre 19 noviembre 26 noviembre

23 octubre 6 noviembre 13 noviembre 20 noviembre 27 noviembre

24 octubre 7 noviembre 14 noviembre 21 noviembre 28 noviembre

25 noviembre 8 noviembre 15 noviembre 22 noviembre 29 noviembre

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PRÁCTICAS

MANEJO

PRACTICA 1: MANEJO Y ESTUDIO DE Drosophila

OBJETIVO Familiarizarse con el manejo y principales características fenotípicas de Drosophila melanogaster, haciendo especial hincapié en la discriminación del sexo y en los distintos mutantes que serán utilizados a lo largo de las prácticas. INTRODUCCION: Uso de Drosophila: Hay muchas razones que hacen de D. melanogaster (Figura 1) un organismo idóneo para la experimentación: -Es muy abundante y de fácil captura. -Se cultiva fácilmente en el laboratorio. -Produce gran cantidad de descendientes (adecuado para comprobar las proporciones mendelianas). -A 25°C se completa el ciclo biológico en 10-11 días. -Solamente posee 4 pares de cromosomas. -Tiene cromosomas gigantes en las glándulas salivares y otros tejidos de la larva, lo que facilita su observación microscópica. -Se trabaja con ella desde 1905 y por lo tanto se dispone de una abundante bibliografía. -Hay una gran cantidad de mutantes, tanto naturales como inducidos, y muchas cepas especiales que permiten cuidadosos análisis genéticos.

Figura 1.- Macho y hembra adultos de D. melanogaster.

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MANEJO

Medios de cultivo Las moscas en estado salvaje se alimentan de levaduras que fermentan los jugos de las plantas. Para la captura de individuos en la naturaleza se puede preparar una papilla con plátano machacado, harina y levadura de pan. En el laboratorio Drosophila puede cultivarse en botellas estériles con una comida preparada a base de harina de maíz, azúcar, levadura y agar como espesante. Para evitar contaminaciones se añade un fungicida, normalmente Nipagín (metil p-oxibenzoato), y un bactericida (ácido propiónico). Una vez solidificada se le añade levadura picada (para proporcionar una fuente de proteínas a las larvas) y un papel en zigzag (para que absorba la humedad y como superficie para la pupación). Estos frascos se tapan con un algodón esterilizado y se indica la fecha y el tipo de cepa o cruce cultivado en la botella. La temperatura óptima de cultivo es de 25°C. A esta temperatura el ciclo biológico se completa en 10-11 días. A temperaturas superiores se producen fenómenos de esterilidad y muerte, a temperaturas inferiores el desarrollo es muy lento. Observación de los individuos Para facilitar su estudio, conviene anestesiar las moscas, para ello en el laboratorio disponemos de dos métodos, eter y CO2. 1.-Eter Se toma el frasco donde se encuentran los adultos y se golpea suavemente en un corcho para que caigan hacia el fondo. Se retira el algodón y se vuelca el frasco sobre el eterificador. El eterificador (una botella o tubo de vidrio) se tapa con un algodón impregnado de éter. Cuando las moscas están dormidas se vuelcan sobre un papel y se observan con la lupa. El tiempo que tardan las moscas en dormirse es muy variable, y depende bastante de la edad (cuanto más viejas son, antes se duermen). 2.-CO2 El proceso en su inicio es similar salvo que el algodón con el que se tapa el fraso eterificador debe estar seco. A continuación se introduce una aguja perforada por la cual pasará el CO2 y de esta manera, debido a la escasez de oxigeno, las moscas quedan

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MANEJO

anestesiadas. Se vacia el contenido del frasco eterificador sobre la placa difusora del CO2 sobre la que se realizará la observación. En este caso las moscas no mueren por exceso de anestesia, pero hay que tener cuidado por que se despertarán en el momento que cese el suministro de CO2. Consejos prácticos: 1.- Hay que tener cuidado, pues una exposición prolongada al éter les puede producir la muerte (se reconoce porque las alas se disponen perpendicularmente al cuerpo). 2.- Hay que cuidar no mantener abierta la botella del cultivo, para evitar que las moscas se escapen o que entren otras y el cultivo se contamine. 3.- No dejar abierto el eterificador ni la botella de éter, ya que además de evaporarse, por su bajo punto de ebullición y cargar el ambiente, hay peligro de explosión, ya que es altamente inflamable. Por lo tanto, no se puede fumar en el laboratorio durante las prácticas. 4.- Antes de eterificar de nuevo, nos hemos de asegurar de que no quedan moscas en el fondo del eterificador. 5.- Si durante una observación o recuento las moscas empiezan a despertarse, se pueden reeterificar, con cuidado de no matarlas. 6.- Para facilitar la observación de los individuos es recomendable alinear todas la moscas sobre la cartulina, pasando la hilera bajo el foco de la lupa. Así se pueden ir separando según nuestro interés. 7.- Cuando se devuelven las moscas dormidas a un frasco con comida, se ha de procurar que éste esté horizontal, para que no se peguen y mueran. La botella no se colocará en posición vertical hasta que estén despiertas. Otro método consiste en meter las moscas en un pequeño cucurucho de papel, que a su vez se mete en el frasco. Una vez finalizada la observación, los individuos que no nos interesen se introducirán en un frasco (MORGUE) que contiene aceite o una mezcla H2O:EtOH:Eter, para evitar la descomposición de las moscas.

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MANEJO

Diferenciación entre sexos Esta especie presenta un claro dimorfismo sexual: Características de las hembras:

1.- abdomen acabado en punta y más grueso que el del macho. 2.- dorso del abdomen con bandas transversales oscuras y separadas unas de otras hasta el final del mismo. Características de los machos:

1.- menor tamaño que las hembras. 2.- extremo del abdomen redondeado. 3.- las últimas bandas transversales del abdomen están fusionadas, lo que da una apariencia oscura al final del mismo, visible a simple vista. 4.- poseen un peine sexual en el primer segmento tarsiano del primer par de patas (Fig. 2).

Figura 2.- Pata delantera de un macho de D. melanogaster, en la que se puede apreciar el peine sexual. Diferenciación de hembras vírgenes Las hembras de D. melanogaster almacenan el esperma de una sola inseminación durante gran parte de su vida reproductiva. Esto supone un inconveniente cuando se trata

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MANEJO

de realizar estudios genéticos en los cuales es preciso realizar cruces entre genotipos determinados, y por tanto es necesaria la utilización de hembras vírgenes. Existen 3 métodos para asegurarse la obtención de hembras vírgenes:

1.- Separar hembras con las alas plegadas, o con el cuerpo sin pigmentar. La pigmentación normal no se adquiere hasta las dos horas después de la emergencia.

2.- La madurez sexual se alcanza unas 6 horas después de la emergencia. Cuando se observe que el cultivo de donde queremos sacar hembras vírgenes que ya tiene pupas maduras (de color oscuro), se sacan todos los adultos, y se deja la botella a 25°C, para que la salida de las moscas sea rápida. A las 4-5 horas se recogen los individuos emergidos, que serán vírgenes. Esta operación puede repetirse mientras queden pupas maduras.

3.- Las hembras se pueden separar de los machos en el estado de pupa madura, ya que en este estado se pueden distinguir los peines sexuales de los machos como dos puntos entre las manchas de las alas. Las pupas se pueden extraer de la botella con un pincel húmedo, colocándose sobre la cartulina. Las pupas sin los puntos oscuros serán hembras, y se pondrán en un tubo aparte. A las 24 horas ya habrán emergido, y si no hemos confundido ningún macho entre ellas, serán vírgenes.

Recomendaciones para el cuidado de cultivos 1.- Es importante impedir la contaminación de un cultivo por otras cepas. No se debe dejar nunca la botella destapada para que no entren individuos indeterminados. 2.- Antes de empezar un cultivo, conviene mirar que el frasco no contenga ninguna mosca. 3.- Los cultivos descartados son un nido de infecciones de hongos y ácaros en el laboratorio, por ello cuando un cultivo ya no se necesita, se pone en una estufa de desecación para esterilizarlo y matar todos los individuos. Después se limpia y esteriliza la botella.

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MANEJO

4.- Si no se necesitan algunas moscas determinadas (caso de una F1 de la que sólo interesaba saber el fenotipo), se echan, una vez dormidas, a la morgue. 6.-A veces el medio se llena de hongos del género Penicillium, que impiden la marcha normal del cultivo, ya que acaban cubriendo toda la superficie de la comida, haciéndola inaccesible a los adultos. Cuando se prepara la comida suelen usarse trazas de fungicida, pero éste puede accidentalmente no tener efecto, y se produce la infección. Se puede aumentar la dosis de fungicida, pero poco, porque se retrasa el desarrollo del cultivo, o incluso se interrumpe. Conviene esterilizar todo el material utilizado, y subcultivar las cepas contaminadas. 7.- Otra plaga peligrosa para los cultivos la constituyen los ácaros. Pueden ser de diversos tipos: blancos, rojos y anaranjados (los más frecuentes). Se alimentan de larvas y adultos, adhiriéndose a patas, órganos genitales y trompa (las partes que la mosca tiene en contacto con el medio). Todos los ácaros tienen un mayor poder reproductor que Drosophila, por lo que pueden infectar en poco tiempo todo el laboratorio. Sus efectos siempre son nocivos, y por eso conviene detectarlos pronto y combatirlos a tiempo. El cultivo afectado se ha de pasar cada dos o tres días a medio fresco con un papel impregnado en benzil-benzoato, compuesto que ataca selectivamente los ácaros sin afectar a las moscas. Para prevenir, lo mejor es la limpieza y la revisión periódica de los cultivos.

ESTUDIO DEL FENOTIPO SILVESTRE DE D. MELANOGASTER Se llama así el fenotipo normal que no manifiesta ningún gen mutante. Hay cepas de laboratorio que se toman como estándar del fenotipo silvestre, en las que se sabe con certeza el genotipo como por ejemplo, Oregon R, Canton-S, etc.

Ciclo biológico (figura 3)

HUEVO.- Sus dimensiones son 0.19 x 0.50 mm y su peso de 10-5 g. Es de color blanco y recubierto de una gruesa envoltura llamada corión, con unos pequeños

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MANEJO

apéndices en el extremo superior que le sirven para flotar en un medio líquido A las 22 horas a una temperatura de 25ºC emerge la larva.

LARVA.- Es la fase de crecimiento. De color blanco, vive en la papilla en la cual perfora canales. Las glándulas salivares de la larva producen jugo gástrico y también unas secreciones que utiliza el insecto para adherirse a la pared de la botella cuando va a pupar. Tiene tres estadios larvarios, con dos mudas.

PUPA.- Cuando la larva se prepara para pupar, se aleja de la humedad del medio de cultivo y sube por las paredes de la botella hasta una zona relativamente seca en donde se fija. La larva pupa dentro de su última piel, que al principio es blanca y flexible (estado de prepupa, en el cual ya se observan los espiráculos), endureciéndose (estado de pupa blanca) y haciendose más oscura con el tiempo (pupa madura). Inmediatamente dépues de pupar, los tejidos de la larva se histolizan, y unas estructuras embrionarias, denominadas discos imaginales, crecen y producen secciones del organismo adulto.

IMAGO.- Comienza esta fase al emerger la mosca de la envoltura de la pupa. Suele medir de 2 a 3 mm de longitud y pesar de 0.8 a 1.5 mg, según sea macho o hembra, respectivamente. Recién salido de la pupa, el adulto está despigmentado, y no se pigmenta hasta unas tres o cuatro horas después. Así mismo, tiene las alas plegadas, desplegándolas una hora después. Hacia las 6 horas ya ha alcanzado la madurez sexual.

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MANEJO

Figura 3.- Los diferentes estados preadultos en el ciclo biológico de Drosophila. A, huevo; B, larva de 1er. estadio; C, larva de 2º estadio; D y E, larvas de 3er. estadio; F y G, pupa. Los distintos tiempos se refieren a un cultivo a 25ºC.

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MANEJO

Figura

4.

Aspecto

externo

de

D.

melanogaster. A. Cabeza y tórax; B. Detalle de la cabeza; C. Abdomen; D. Ala.

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MANEJO

Características a observar en el adulto (figura 4) -OJOS COMPUESTOS: color, dimensiones, forma y estructura. -OCELOS: omatidios, células sensitivas. Hay tres en la parte superior de la cabeza, como tres pequeñas protuberancias de color un poco más oscuro que el resto del cuerpo. -ANTENAS: forma, dimensiones e inserción a la cabeza. -QUETAS DE LA CABEZA Y EL TORAX: sirven de órganos sensitivos. Se heredan en forma y número constante. En cada lado hay, de acuerdo con el eje de simetría anteroposterior, siete en la cabeza: una postvertical, dos verticales, tres orbitales (anterior, mediana y posterior) y una ocelar. Trece en el tórax: dos humerales, dos notopleurales, una presutural, dos supraalares, dos dorsocentrales, dos postalares y dos escutelares. -QUETAS ABDOMINALES: las de los esternitos situadas en la parte ventral. Se trata de un carácter muy utilizado en estudios de genética cuantitativa. Estas quetas varían en número de un individuo a otro y responden a la presión de selección artificial, pudiéndose obtener líneas con muchas o pocas quetas. -GENITALIA: obsérvese la diferencia de estructura y coloración entre la placa vaginal de la hembra y el arco genital del macho. -ALAS: obsérvense las dimensiones, la forma y la posición respecto al cuerpo, así como la disposición de las venas longitudinales y transversales. A los lados de los puntos de inserción de las alas se hallan unas pequeñas esferas llamadas halterios o balancines y que están implicadas en el equilibrio (son los restos de un 2º par de alas). MATERIAL Para el realización de esta práctica se necesita: -Pincel fino -Eter y eterificadores o dispensador de CO2 -Lupa binocular -Cartulina Así mismo también se contará con una serie de cepas de D. melanogaster para su observación.

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MANEJO

- Cepa Oregon R (OrR): presenta fenotipo salvaje. - Cepa yellow (y): color del cuerpo amarillo. - Cepa vestigial (vg): alas muy cortas, practicamente inexistentes - Cepa sepia (se): con ojos muy obscuros, prácticamente negros. - Cepa radius incompletus (ri): con interrupción de la segunda vena longitudinal de las alas. - Cepa vermilion (v): color de ojo rojo brillante, más claro que el tipo silvestre. - Cepa brown (bw): color de ojo café al emerger, obscureciéndose posteriormente. - Cepa ebony (e): color del cuerpo negro. - Cepa singed (sn3): quetas chamuscadas. Todas las mutaciones anteriores son recesivas. NOTA: En Drosophila un gen se denomina por el efecto que tiene el alelo mutante sobre el fenotipo. Así el gen vestigial (vg) condiciona en homocigosis la presencia de alas cortas. El alelo normal será el vg+.

DESARROLLO DE LA PRÁCTICA La práctica consistirá en la observación de los caracteres morfológicos de los individuos adultos en la cepa silvestre, así como la determinación del sexo tanto en individuos adultos como en el estado de pupa madura y distinguir las diversas mutaciones utilizadas.

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HERENCIA

PRÁCTICA 2: HERENCIA MENDELIANA EN Drosophila melanogaster

OBJETIVO

Estudio del modo de herencia de caracteres en Drosophila melanogaster. Observando las diferencias que se aprecian en la transmisión de:

1) genes ligados al sexo y genes autosómicos 2) genes ligados y genes de segregación independiente 3) utilización del test de X2 (ji-cuadrado) como método para la comprobación de las hipótesis de segregación.

INTRODUCCION

Drosophila melanogaster tiene tres pares de autosomas (cromosomas 2, 3 y 4) y un par de cromosomas sexuales (cromosomas X e Y). La determinación del sexo en este organismo es XX para las hembras y XY para los machos. Los cromosomas 2 y 3 son metacéntricos y el 4 es puntiforme. Los cromosomas sexuales son telocéntricos.

XY

Esta práctica debe resolverse como si se tratara de un problema de Genética. A partir de los resultados de las generaciones F1 y F2 hay que deducir que hipótesis de las planteadas es la posible y confirmarla o rechazarla éstas utilizando el estadístico de X2.

Los cinco tipos posibles de cruzamientos (descartando aquellos que incluyan genes del cromosoma Y, y suponiendo que todos los alelos mutantes sean recesivos) son:

1) cruzamiento entre cepas portadoras de genes mutantes del cromosoma X.

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HERENCIA

2) cruzamiento entre cepas portadoras de genes mutantes autosómicos ligados.

3) cruzamiento entre cepas portadoras de genes mutantes autosómicos no ligados.

4) cruzamiento entre una hembra portadora de un gen mutante en el cromosoma X y un macho con un gen mutante autosómico.

5) cruzamiento entre una hembra portadora de una mutación autosómica y un macho portador de un gen mutante del cromosoma X.

En la generación F1 se puede deducir si el gen mutante que proviene de la hembra de la generación paterna es autosómico o está ligado al sexo. a) ligado al sexo:

P

hembra a/a

x

macho a+/Y

F1

hembras a/a+ (fenotipo normal)

+

machos a/Y (fenotipò mutante)

b) autosómico:

P

hembra a/a

x

macho a+/a+

F1

Todos a/a+ (fenotipo normal)

En la generación F2 habrá que contar los individuos obtenidos de cada fenotipo, teniendo en cuenta el sexo por si este dato fuera necesario. Estos datos observados se compararán estadísticamente con los esperados para aquellas hipótesis que el alumno considere posibles.

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HERENCIA

Como ejercicio el alumno desarrollará teóricamente los cinco tipos de cruzamientos posibles calculando las segregaciones obtenidas en la F1 y en la F2 de cada cruzamiento. En los cruzamientos entre cepas portadoras de genes mutantes situados en el mismo cromosoma se calcularán las proporciones fenotípicas obtenidas en la F2 para dos casos: frecuencia de recombinación entre los genes igual a 0 y frecuencia de recombinación igual a 0.5.

FACTORES DESCENDENCIA

QUE

PUEDEN

ALTERAR

LAS

PROPORCIONES

DE

LA

Las proporciones fenotípicas observadas en la F2 de estos cruzamientos pueden no ajustarse a las esperadas teóricamente, debido a varios factores, siendo la viabilidad de las cepas el más importante. Podemos hablar de una viabilidad intrínseca , que presentaría cada cepa (o genotipo), independientemente de las condiciones ambientales en la que los individuos crecieran. Tambien se puede considerar una viabilidad influida por las condiciones ambientales, principalmente la competencia intra- o intergenotípica con otros individuos en un medio de cultivo muy limitado. En unas condiciones de cultivo en las que sólo una pequeña parte de los huevos depositados se desarrollará hasta la fase adulta, puede darse una viabilidad diferencial dependiendo del fenotipo que presente cada individuo.

Un segundo factor sería la diferente tasa de desarrollo de los individuos. Este factor estaría conectado con el anterior. Así, en un medio de cultivo limitado, aquellos individuos capaces de completar su desarrollo mas rápidamente podrán llegar a adulto, mientras que los de desarrollo más lento no podrán completarlo, al quedar agotados los recursos del medio de cultivo.

Otros factores que también pueden influir, pero que son de importancia variable, son los errores del experimentador, la influencia de genes letales ligados a algunas de las mutaciones, etc.

MATERIAL

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HERENCIA

Se dispone de seis cepas homocigóticas para un gen mutante recesivo:

Cepa A B C D E F G H

Fenotipo Cuerpo amarillo Ojos marrones Ojos negros Ojos rojos Alas cortas Radio incompleto y quetas cortas Cuerpo negro Quetas chamuscadas

DESARROLLO DE LA PRACTICA

1ª Semana: Elegir dos cepas (nunca C y B, C y D, A y G, ni E y F, por problemas de interacciones) y situar en el frasco de cultivo pupas hembras de una de ellas con machos adultos de la otra (3 ó 4 parejas). Apuntar las cepas elegidas.

2ª Semana: Eliminar la generación paterna P para evitar que se cruce con la descendencia.

3ª Semana: Observar el fenotipo de la generación F1 y preparar un nuevo cultivo con estos individuos (3 ó 4 parejas).

4ª Semana: Eliminar a la generación F1.

5ª Semana: Observación y recuento de los fenotipos de los individuos de la generación F2, y estimación de la desviación de los datos experimentales respecto a las diferentes hipótesis planteadas.

PRACTICA 3: ESTUDIO DEL FENÓMENO DE ALELISMO EN Drosophila melanogaster.

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OBJETIVO

Profundizar en los conceptos de alelismo y serie alélica.

INTRODUCCION

Cuando el investigador se encuentra frente a un fenotipo mutante que desea caracterizar, una de las primeras cuestiones que debe resolver es si se trata de una mutación que afecta a un grupo de complementación ya caracterizado o, por el contrario, se trata de un mutante (alelo) de un gen no descrito.

Para ello, en primer lugar, debe asignar dicho locus a un grupo de ligamiento concreto y compararlo con mutantes que presenten un fenotipo parecido con objeto de determinar si pertenecen al mismo grupo de complementación. Sólo en caso negativo, es decir, cuando se ha comprobado que el mutante en cuestión no es alelo de ninguno de los mutantes que producen un fenotipo parecido y que se situan en el mismo grupo de ligamiento, se lleva a cabo su localización en el mapa de recombinación o en el mapa citológico.

¿Cómo podemos saber si dos mutantes fenotípicamente parecidos pertenecen al mismo grupo de complementación? Para ello es necesario llevar a cabo una prueba de alelismo: se procede a la construcción del heterozigoto en trans y se observa su

fenotipo. Si dicho fenotipo resulta ser mutante, podemos pensar que las dos mutaciones son alelos pertenecientes al mismo grupo de complementación. Si por el contrario dan lugar a un fenotipo normal, se tratará de mutaciones pertenecientes en principio a grupos de complementación distintos.

DESARROLLO DE LA PRACTICA

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ALELISMO

Disponemos de varias cepas caracterizadas por presentar un fenotipo de color de ojos mutante. Deseamos saber cual o cuales de ellas pertenecen a la serie de w, gen situado en el cromosoma X, que produce individuos con ojos blancos.

1ª semana: Cada alumno realizará un cruce entre tres cepas problema (M, de ojos blancos; P , de ojos blanco anaranjado; R , de ojos marrones) con la cepa w.

2ª semana: Eliminamos los individuos parentales observando su número y fenotipo.

3ª semana: Procedemos al análisis fenotípico de las hembras de la F1 (heterozigotos en trans).

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PROGRAMA.

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